厦门免费医学论文发表-循环电路编码小鼠上丘中的从头视觉中心环绕计算

抽象 视觉显着性检测模型依赖于中心-环绕相互作用，但由于它们的重叠贡献，目前尚不清楚这些计算如何在视网膜、皮质和皮质下回路中分布。在这里，我们通过将模式化光遗传学与小鼠浅上丘（SC）中单个神经元的全细胞记录相结合，揭示了环绕抑制的从头丘机制。中心区由丘状中脑切片中表达视紫红质的通道视网膜神经节细胞的单突触输入定义。与仅中心输入相比，环绕网络光激活抑制了中心响应。这种抑制起源于兴奋性，源于通过环绕驱动的局部复发兴奋性回路抑制中心兴奋的退出，如细胞类型特异性跨突触追踪和计算建模所证明的那样。这些发现确定了一种独立于皮质输入的 SC 中显着性计算的局部电路机制。 数字 Fig 4Fig 1Fig 2Fig 3Fig 4Fig 1Fig 2Fig 3 引文： Cui P， Song K， Mariatos-Metaxas D， Isla AG， Femenia T， Lazaridis I， et al. （2025） 循环电路编码小鼠上丘中的从头视觉中心环绕计算。公共科学图书馆生物学 23（10）： 电子邮件 3003414。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414 学术编辑： Adam Kohn，美国叶史瓦大学阿尔伯特爱因斯坦医学院 收到： 2024 年 12 月 23 日;接受： 2025 年 9 月 12 日;发表： 10月 16， 2025 版权所有： © 2025 Cui et al.这是一篇根据知识共享署名许可条款分发的开放获取文章，允许在任何媒体上不受限制地使用、分发和复制，前提是注明原作者和来源。 数据可用性： 本研究中报告的数据以 Excel 文件的形式在支持信息中提供。原始代码已存放在 https://doi.org/10.5281/zenodo.17093406 并公开可用。 资金： 这项工作由以下机构资助：1） 瑞典研究委员会医学启动拨款编号 2016-03134 （http://vr.se），2） 巴伦西亚共同体（西班牙）的 CIDEGENT 资助编号 028/2021 （https://ceice.gva.es），3） 战略研究领域神经科学 （StratNeuro） 2017 年启动计划 （https://ki.se/en/research/research-areas-centres-and-networks/strategic-research-areas/the-strategic-research-area-neuroscience-stratneuro）， 4） 瑞典大脑基金会 Hjärnfonden no.FO2018-0254 （https://www.hjarnfonden.se）， 5） Hedlunds 基金会编号。M-2017-0691 （http://hedlundsstiftelse.se）， 6） Olle Engvist Foundation no. 196-0148 （https://oes.se）， 7） Stiftelsen Kronprinsessan Margeratas Arbetnämnd för synskadade no. 2019-027 &; 2020-182 （http://www.stiftelsenkma.com）， 8） Ministry of Science and Innovation（西班牙）编号。PID2023-153262NB-I00 （https://www.ciencia.gob.es） 和 9） 科学与创新部 （https://www.ciencia.gob.es） 的卓越中心“Severo Ochoa”计划 （CEX2021-001165-S），全部提交给 A.A.K.资助者在研究设计、数据收集和分析、发表决定或手稿准备方面没有任何作用。 利益竞争： 作者声明不存在利益竞争。 缩写： AAV，腺相关病毒; 美联社 前后; DMD，数字镜装置;DV，背腹侧;E-E，兴奋性-兴奋性;EPSCs，兴奋性突触后电流;视场，视场;I-E，抑制性到兴奋性;IPSC，抑制性突触后电流; 毫升 中外侧; 数控 未校正;PBS，磷酸盐缓冲盐水;PFA，多聚甲醛;RG，狂犬病糖蛋白;RGC，视网膜神经节细胞; 南海 上丘 介绍 中心-周围相互作用驱动神经元对其中央感受野内的刺激做出最佳反应，同时受到来自周围区域的竞争性输入的抑制。在脊椎动物视觉系统中，环绕抑制起源于视网膜[1\u20124]，并在多个阶段观察到，包括外侧膝状核[5]、初级视觉皮层（V1）[6\u20129]、纹状外皮层[10]和视网膜直肠结构，如哺乳动物前视顶盖[11\u201213]及其哺乳动物同源物上丘（SC）[14\u201216]。由于这些过程分布在视觉层次结构中，并且大多数电路（包括 SC）集成了多个上游信号，因此将本地计算与继承输入解开仍然具有挑战性。从头确定计算发生的位置是揭示视觉显着性如何产生以及如何在整个视觉系统中集成前馈和反馈影响的关键。 尽管视觉显着性在皮质回路中得到了广泛的研究[17\u201220]，但其在SCs中的编码仍然不太清楚（图1A）。值得注意的是，在灵长类动物的浅表SC中观察到了显著性的神经相关性[21\u201223]。然而，尽管视觉皮层自上而下地输入了大量信息，但目前尚不清楚SC是否依赖皮质反馈来计算显著性，或者可以通过直接视网膜输入和内在电路从头产生显着性，例如在小鼠中发现的远程抑制连接[24]。如果 SC 能够独立计算中心-环绕相互作用，那么识别所涉及的局部机制就变得至关重要——不仅要了解如何在皮层下计算显着性，还要了解这些计算如何通过皮质输入重塑。 thumbnail 下载： PPT的PowerPoint 幻灯片 巴布亚新几内亚大图 蒂夫原图 图1. 实验和计算方法揭示了丘环绕抑制的电路基础。 （A）（左）示意图说明了谷氨酸能视觉输入（E输入）的两个主要来源，靶向上丘（SCs）表层的兴奋性神经元（E细胞，红色）和抑制性神经元（I细胞，蓝色），直接起源于视网膜神经节细胞（RGC），间接起源于视觉皮层（VIS）。（右）视网膜和视觉皮层中的视觉中心和环绕相互作用是众所周知的。然而，目前尚不清楚在SCs中观察到的环绕声调制[14\u201215]是否只是从视网膜和视觉皮层中已经发生的抑制中传达出来的，或者SCs是否可以主动产生中心-环绕相互作用。（B）（上）用于探测浅表上丘（SC）局部回路的图案化光遗传学设置示意图。通道视紫红质（ChR2）在视网膜神经节细胞（RGC）中选择性表达，以驱动SC神经元的突触前输入，而来自视觉皮层的皮质输入则通过手术去除，由条形圆圈表示。来自单个SC神经元的全细胞记录测量对中心和周围区域的空间定义的光遗传学激活的反应。图2H，上）所示的代表性兴奋电导迹线表明，与仅中心激活相比，环绕刺激减少了中心反应，揭示了强大的环绕抑制。（左下）细胞类型特异性、基于狂犬病的跨突触示踪用于绘制 SC 中的兴奋性 E 和抑制性 I 连接基序。（右下）解剖连接数据为 SC 微电路的大规模计算模型提供信息。该模型模拟对中心和环绕刺激的尖峰反应，并用于探索局部 E-E、I-E、E-I I-I 基序如何实现环绕抑制。将模型与上述生理记录联系起来的箭头表明，模型结果有助于解释实验观察到的抑制背后的电路逻辑。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.g001 为了研究环绕抑制的丘组织机制，我们通过选择性控制视网膜神经节细胞（RGC）输入来触发SCs活性，从而将SCs与上游影响隔离开来（图1B）。通道视紫红质在RGC中表达，中心区通过使用全细胞记录来定义中心区，以识别在中脑切片中RGC轴突末端的模式化光遗传学激活过程中SCs神经元中诱发的单突触兴奋反应。这种方法实现了中心-环绕域的空间映射。在碰撞式方案中这些区域的光遗传学激活揭示了单个 SC 神经元中的强大环绕抑制。与仅中心刺激相比，环绕输入减少了中心兴奋，而不会增加抑制，这与皮层的正常化机制相呼应[25]，并提示中枢复发兴奋回路的破坏。跨突触图征确定了SCs内的兴奋性到兴奋性（E-E）和抑制性到兴奋性（I-E）基序，这两种基序都是由RGC输入招募的，并得到体内cFos诱导的进一步支持。模型模拟表明，如果没有较强的局部 E-E 连接，仅靠环绕驱动的抑制无法抑制中心兴奋性，这强调了反复兴奋的重要性。这些发现表明，丘状环绕抑制不仅存在——支持其在视觉显着性检测中的潜在作用——而且还通过类似于复发皮质网络中潜在抑制的电路原理来运作[26\u201229]。 结果 绘制单个 SC 神经元中的中心区 首先，我们通过识别SC层内接收来自RGC的单突触输入的亚区域，描绘了急性中脑切片中单个神经元的兴奋区，使我们能够区分中心区和周围区，以进行选择性刺激并分析它们的相互作用。为了实现这一目标，我们通过玻璃体内将表达ChR2的腺相关病毒（AAV）注射到野生型（n = 22，N = 14）和vGAT-Cre（n = 7，N = 5）小鼠（图2A，另见S1A图）中，在SC中产生了一个光兴奋的输入场，该输入场保留了视网膜直肠通路的自然地形组织[30]。图2A和图2B说明了如何识别SC中心区（n = 29，N = 19），以vGAT+水平单元为代表性示例。指示单突触输入（保持在 –65 mV）的短潜伏期 EPSC 通过模式化光遗传学刺激（20 Hz 时的 5 个脉冲）在 100 × 70 μm 子区域的 10 × 10 网格中诱发。引发峰值10%-20%以上的EPSC振幅的亚区域共同形成了一个二维空间剖面，用于定义相对于周围的中心边界，通常包括细胞体细胞和大多数树突突起（S1C-S1F图）。 thumbnail 下载： PPT的PowerPoint 幻灯片 巴布亚新几内亚大图 蒂夫原图 图2. 视觉环绕网络激活调节 SC 中的中心兴奋性。 （A）（左）从上到下：整个视网膜支架的倒置荧光图像，显示 RGC 与 ChR2-EYFP 的均匀转染。比例尺：1,200 μm。下图显示了视盘 （1） 和单个 RGC （2） 的放大方面。比例尺：25 μm。（右）上图：SC的冠状切片，显示了这种方法应用于用神经生物素（NB，黄色）在细胞内染色的抑制性水平SCs神经元（vGAT+，洋红色）的代表性示例。表达 ChR2 的 RGC 轴突末端以青色显示。下图：重建的神经元显示为表示的兴奋区（虚线），称为中心，而非反应区域通过映射其单突触兴奋区（如 B 所示）显示为环绕 （S） 区。比例尺：100 μm。（B） 用于中心区确定的 （A） 中应用于神经元的兴奋区映射。光脉冲序列（20 Hz，5 ms）触发兴奋性突触后电流（EPSC，以洋红色显示），具有固定的短潜伏响应，表明单突触传输。每个痕迹都是从 100 × 70 μm 的单个光刺激矩形区域引起的。当矩形位于体细胞区上方时，与树突区的响应相比，响应更大;它们共同描绘了神经元的整体中心反应区。（C）（左）示意图显示了两种不同的光模式，用于在中心（顶部）和周围（底部）区域光刺激表达ChR2的RGC轴突末端，同时全细胞记录来自SCs神经元的突触后反应。（右上）当记录 GABA 的接近逆转平衡时，中心区的光刺激会引起兴奋性和抑制性突触后电流一个-氯离子介导的抑制和谷氨酸能激发（分别为-65和0 mV）。（右下）环绕网络激活触发长潜伏期多突触兴奋和抑制活动。峰值中心兴奋性和峰值环绕抑制之间的相对延迟 Δt 平均为 20 ms。对于液体结电位产生的偏移，迹线未进行校正（NC），实验证实为~10 mV。在所有实验中，中心区域和环绕区域的光强度保持恒定（<0.5 mWatt/mm2).（D） （A-C） 所示神经元中心区和环绕区之间的突触调节。顶部：环绕声和中心相互作用通过引入环绕声和中心刺激的延迟 Δt 以碰撞式方式执行。（底部）响应中心刺激而诱发的突触向内和向外电流的单个痕迹，洋红色/蓝色分别表示没有/有环绕刺激的中心刺激。箭头在当前痕迹中显示少突触或复发活动，并带有粗线。比例尺：100 μm。S2 图中的完整迹线。缩写：NC，未更正。（E）（上）仅配对脉冲中心 （C1-C2） 和单脉冲转换环绕到中心激活 （S-Cs).（底部）估计的抑制电导作为神经元中兴奋性电导的函数的图，如 （A-D） 所示。箭头显示神经元被激活时的进程方向。较小的灰色箭头表示环绕到中心情况下的中心刺激点。（F-G）两种条件之间估计的突触兴奋性 （F） 和抑制性 （G） 电导的比较：仅中心 （C1）和环绕声（Cs).颜色编码对应于形态学或遗传学鉴定的 SC 神经元细胞类型。橙色箭头描绘了来自 （A-D） 所示神经元的数据点。（H）（上）仅中心触发的估计兴奋电导 （C1;红实线）和中心环绕（Cs;红虚线）条件。中心环绕状态下的抑制电导（蓝色）;注意 环绕声抑制在时间 t 处为非零c.所有 t种族参见 S3 图。（底部）中心激励的调制绘制为环绕抑制的函数，在 tc.（I）（左上和左下）对表达ChR2的RGC轴突末端的中心光刺激进行来自SCs神经元（n = 5）的兴奋性和抑制性电流记录（在-65和0 mV）。1 μM TTX 和 100 μM 4-AP 的浴应用可分离单突触 RGC 触发的兴奋，同时消除反复兴奋和募集抑制。（右下）统计比较以配对 t估计和 Wilcoxon 秩符号检验的形式进行。（J）（上）电路图，说明了通过中心和周围的兴奋性（红色）和抑制性（蓝色）神经元之间的连接，SC中环绕抑制的直接和间接作用。注意兴奋性神经元之间的反复连接。（底部）示意图显示了两条理论线，指示与激发与抑制相关的等导曲线。响应抑制涉及从较高水平曲线过渡到较低水平曲线。该漫画展示了如何通过降低兴奋性电导或增加抑制性电导来实现相同水平的反应抑制。使用 t 检验和 Wilcoxon 秩符号检验（** p < 0.01，*** p < 0.001;ns，无显着性）进行统计检验。该数字的基本数据可以在补充部分找到。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.g002 整个中心区的选择性激活始终会引起强大的短潜伏期复合EPSC（–65 mV时为120.8 ± 15.5 pA;洋红色迹线，图2C），通常具有突出的多模态峰（箭头，图2D），表明除了单突触RGC输入外，寡突触和/或循环活性也有贡献。与之前的研究[11,24,31]一致，我们还观察到谷氨酸逆转电位附近（0 mV;洋红色痕迹，图2C和2D）的双/寡突触IPSC（24.3 ± 5.0 pA）。相比之下，环绕诱发的反应是长潜伏期和多突触的，需要局部神经元间募集（青色痕迹，图2C）。潜伏期分析显示，环绕诱发的兴奋和抑制分别在20和28毫秒达到峰值，而中心反应在9毫秒（兴奋）和15毫秒（抑制）达到更早的峰值（S3D图）。值得注意的是，来自环绕区的纯抑制性远程反应很少见（例如，S2B 图）;相反，中心和周围刺激都引发了兴奋性和抑制性活性的混合物，幅度和时间不同（图2C的右图）。 上丘脑切片的中心环绕动力学 随后，通过将刺激同步到峰值中心激励和峰值环绕抑制之间的平均~20 ms延迟，以碰撞式方式诱导中心-环绕相互作用（图2D，S3C和S3D）。因此，环绕光刺激在中心发作前20 ms终止（t c); 此外，它持续了 20 毫秒，以允许充分建立环绕驱动的抑制，同时最大限度地减少与更快的激励成分的重叠（参见 S2 图和测试时序范围的材料和方法）。在 tc，只剩下来自环绕的抑制电流（见图2D中的箭头），因为兴奋性反应由于其更快的时间常数和较小的振幅而已经衰减（蓝色迹线，图2D）。在这种相互作用中，峰值中心反应的兴奋性持续下降，当添加环绕刺激时，该记录的神经元中的EPSC振幅降低了>50%（比较洋红色与蓝色痕迹，图2D）。超过一半的神经元按形态（即水平、宽场、窄场或星状;见[32]）或基因型（例如，vGAT+;S4 图），并且基于中心兴奋性电导的降低（图 2H），抑制被分类为强 （>60%，n = 9/24），中度 （20%–60%，n = 10/24） 或轻度 （<20%， n = 5/24）。总之，这些结果表明，尽管抑制程度各不相同，但与仅中心试验相比，中心反应性的环绕驱动降低是 SC 神经元的共同特征。 为了确定环绕抑制是由抑制水平的增加还是兴奋水平的降低驱动的，我们估计了兴奋性（Ge）和抑制性（G我）电导使用基于测量的光诱发突触电流的标准方法[33\u201234]（另见材料和方法）。在图2A-2D所示的同一神经元中（另见S3A图），中心环绕刺激（S-Cs，蓝色）导致峰值激发减少~50%，与仅中心刺激（C1，洋红色）相比，抑制没有相应增加（图2E）。值得注意的是，抑制并未显得饱和：当重复中心刺激（C1-C2）时，第二个脉冲引起的抑制反应几乎是第一个脉冲的两倍，表明抑制仍然可以进一步招募。这排除了天花板效应，并意味着环绕抑制不仅仅是由更强的抑制引起的。相反，它表明环绕活动可能会通过减少SC回路内的兴奋性驱动来间接抑制中心反应（见图4A中的上图）。 thumbnail 下载： PPT的PowerPoint 幻灯片 巴布亚新几内亚大图 蒂夫原图 图3. SC空间中局部兴奋性和抑制性神经元之间的连接逻辑。 （A）早期视觉系统的连通图，突出显示视网膜神经节细胞（RGC）和视觉皮质（VIS）输入产生的视觉兴奋的主要来源，这些输入靶向SC中的兴奋性和抑制性神经元。（B）辅助病毒AAV-DIO-TVA-V5-RG表达狂犬病糖蛋白（RG），以及TVA受体与V5标签的融合。RG 缺失的狂犬病病毒 Rb，用 EnvA 假分型，表达 EGFP。首先将AAV辅助病毒注射到vGluT2-Cre（N = 3）和vGAT-Cre（N = 3）小鼠中，3周后将Rb-EGFP递送到SCs的同一位置。（C）（左）vGAT-Cre动物中脑的冠状部分，重点是初始注射部位，其中V5标签（黄色）的表达应限制在SC层内而不是超出SC层。随后，表达EGFP的神经元是Rb转染（洋红色）的结果。比例尺：300 μm。下面的插图显示了扩大区域的共定位（绿色框）。比例尺：100 μm。（右）vGAT的RNAscope原位杂交（对于vGluT2，见S5图）揭示了Rb-EGFP输入神经元的身份，同时确认了起始神经元细胞类型。白色箭头表示起始神经元，而红色和蓝色分别表示兴奋性和抑制性输入神经元。比例尺：50 μm。（D）（上）图显示了如何根据 V5 标签和 Rb-EGFP 的共表达来识别起始神经元。输入神经元仅表达 Rb-EGFP，并为起始神经元提供单突触和突触前输入。（底部）输入收敛显示输入神经元与起始神经元的比率，即 N（输入）/N（起始神经元），由以下原因产生：i） SC 内，ii） 对侧 （c.） 和 iii） 同侧 （i.） 视网膜。（E）定量细胞类型特异性输入与起始比（称为输入收敛）揭示了前馈（即E-I和I-E）和循环连接模式（即E-E和I-I）由n（vGAT+）/n（总计）和n（vGluT2+）/n（总计）突触前输入神经元计算。（F）对侧和同侧视网膜显示突触前Rb-EGFP RGC的视网膜拓辟（黑色）。用 s-视蛋白（浅蓝色）复染可显示视网膜方向。背侧，D;前部，A;腹侧，V;后部，P.比例尺：1,000 μm。（G）（上）SC 的冠状中脑切片以植入物为中心，用于局部光刺激后的 cFos 诱导。黄色，cFos免疫染色;洋红色，对照（上）或 ChR2（下）;青色、GABA免疫染色。比例尺：500 μm。（底部）cFos+ 神经元在 SC 中的位置和分布。蓝线是对照;黄线是 ChR2 诱导的。中心区域 （C） 由种植体尖端定义，它定义了 x 轴的原点。阴影是标准误差。（H）比较对照之间SCs神经元中诱导的cFos+细胞总细胞计数（Ctrl，蓝色;N = 3）以及在表达 ChR2 的 RGC 轴突末端（ChR2，黄色;N = 5）横跨整个SC 层和中心区分别。使用 t 检验执行的均值比较。（I）（上）从中心区域拍摄的灰度图像（参见 G 中的绿色矩形），显示 cFos（左）和 GABA 免疫染色（右）。蓝色箭头表示共定位。（底部）两种条件（ChR2，N = 4;和 Ctrl，N = 3）之间比较GABA +与cFos +细胞的比率。使用t检验（* p < 0.05;*** p < 0.001;ns，无显著性）进行统计检验。条形图显示均值的标准误差。（J）等高线图显示了E和I输入神经元在AP和SC中外侧（ML）维度中到I起始神经元的空间分布（如S5E图所示）。（K）在三个解剖维度（AP、ML和DV）上，E和I细胞类型的输入神经元和起始神经元密度之间的定量关系。实线表示从vGluT2-Cre动物（N = 3）的兴奋性起始剂中获得的平均值获得的数据，而虚线表示从vGAT-Cre动物（N = 3）中平均的抑制性启动剂获得的数据。参见S5F图，了解从个体动物获得的分布。洋红色阴影区域描绘了起始区域;青色阴影区域位于起始区域之外。缩写：c.，对侧;i.，同侧;RGC，视网膜神经节细胞;LGN，外侧膝状核;VIS（和 V1），初级视觉皮层;SCs，上丘表层;SCi，上丘中间层;SCd，上丘深层;RSP，脾后皮层;PAG，导水管周围灰质;HPF，海马体形成。该数字的基本数据可以在补充部分找到。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.g003 thumbnail 下载： PPT的PowerPoint 幻灯片 巴布亚新几内亚大图 蒂夫原图 图4. 建模预测环绕声抑制取决于强的循环激励。 （A）（上）环绕刺激如何抑制中心神经元（标记为“rec”）的兴奋性的示意图分解，要么直接通过抑制输入，要么通过破坏重复兴奋间接。直接抑制会增加记录神经元上的抑制性电导，而间接抑制（通过抑制兴奋性伴侣）会减少兴奋而不提高抑制，表现为兴奋性驱动的撤回。（底部）SC 网络中的 E/I 连接示意图，突出了视网膜输入背景下中心和环绕之间的概念。使用6,400个兴奋性神经元和6,400个抑制性神经元，基于空间分布和输入收敛模拟网络模型。尖峰活动的栅格以及中心和环绕网络响应剖面的空间排列如S7图7所示。从图3中的电路映射中获得了连接概率和输入收敛的初始参数，然后与它们的突触权重一起变化，以模拟它们对环绕抑制的影响。（B） 中心神经元兴奋性电导的时间过程。每条迹线平均是 20 次试验，阴影表示 25%–75% 的四分位数。第一个峰是由直接视网膜输入的低方差单突触激活产生的，而第二个峰是由平衡的循环兴奋和循环抑制产生的网络效应。这六个示例的连通性参数在插图 （C） 中用拉丁数字标记。（C） 环绕刺激期间归一化中心电导。每个色图显示了（B）中所示的中心神经元中兴奋性电导的归一化变化（参见材料和方法）作为循环兴奋（顶部：弱连接;0.13 mV;底部：强连接;0.26 mV）和兴奋和抑制之间的相互连接权重（x轴：兴奋性神经元的抑制;y轴：抑制性神经元的兴奋）。（D）在仅中心刺激（顶部痕迹）和中心加环绕刺激（底部痕迹）下中心神经元中兴奋性电导的时间过程，在两种条件下显示：（左）E-E连接概率逐渐降低和（右）E-E突触重量以固定的40%复发概率逐渐增加。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.g004 定量表明，峰值中心激发（Ge）在环绕激活后显着减少（图2F;C1：1.7 ± 0.3 nS 与 Cs：0.6 ± 0.1 nS;平均下降 62.3 ± 4.7%，P = 0.0002）。同样，峰值总电导（Gt= 克e+ 克我）从2.1±0.3 nS下降到1.2 ± 0.2 nS，对应于减少40.6 ± 5.3%（p = 0.0007;见S3B图）。然而，峰值抑制电导（G我）保持不变（图2G;C1：0.53 ± 0.08 nS 与 Cs：0.55 ± 0.09 nS）。最后，加巴嗪（GBZ）的浴应用消除了周围诱导的抑制，导致饱和的、爆发样的中心反应（S2A图，底部），证实了GABAA受体介导的抑制在中心-周围相互作用中的重要作用。 直接和间接抑制作用介导环绕抑制 观察到的中心兴奋性电导降低的两种机制可能是其基础：（i）直接环绕抑制（线性或非线性）和（ii）抑制中枢兴奋性神经元活动的间接环绕抑制（图2J，见图4a，顶部）。尽管发现了显着的相关性，但浅斜率表明直接抑制确实有贡献，但不能完全解释观察到的中心兴奋性降低（图2H底部）。如果直接抑制是环绕抑制的主要驱动因素，我们预计环绕抑制（x 轴）和中心兴奋减少（y 轴）之间存在陡峭的、以原点为中心的关系。相反，大量的兴奋性减少通常发生在最小的抑制下，这表明存在其他促成机制。 另一种机制涉及抑制放大中心反应的兴奋性输入。在仅中心刺激下，循环兴奋性 （E-E） 连接增强了超出初始单突触 RGC 输入的兴奋性。在这种情况下，环绕抑制也通过破坏这些兴奋性循环间接起作用，从而降低整体兴奋性驱动。为了探测这一点，我们在 TTX 和 4-AP 存在的情况下从 RGC 末端刺激期间从 SC 神经元的中心区 （n = 5） 记录。EPSC 振幅急剧下降（对照：405.5 ± 81.1 pA;Tx：22.3 ± 11.0 pA），表明多突触兴奋性输入可能有助于正常条件下的中心反应（底部迹线，图 2I 左下角），而 0 mV 时没有向外电流证实了募集或反馈抑制的丧失（顶部迹线，图 2I 左下角）。虽然这些结果支持多突触兴奋的潜在作用，但我们接下来转向跨突触映射，以直接映射和可视化 SC 中这种效应背后的兴奋性和抑制性连接基序。 由复发性兴奋性和抑制性回路基序定义的 SC 空间 我们使用细胞类型特异性逆行电路映射来识别（E-E）连接，SC内的抑制基序可以揭示图2中观察到的丘状环绕抑制。与之前强调远程输入分析的研究[35]相比，我们绘制了SC内vGluT2⁺和vGAT⁺神经元之间的局部连接模式，并量化了它们来自RGC的直接输入。为了实现这一目标，我们将辅助病毒小批量注射到vGluT2-Cre和vGAT-Cre小鼠的SC中，使TVA受体和狂犬病糖蛋白（RG）分别在兴奋性或抑制性神经元中实现Cre依赖性表达（图3B）。三周后，我们将编码EGFP的EnvA包被的G缺失狂犬病病毒注射到同一位点（图3B和3C）。“起始”细胞被鉴定为共表达EGFP和V5标签的细胞（通过免疫组织化学），而起始细胞的突触前“输入”神经元单独用EGFP标记（图3C-3E）。例如，在vGluT2-Cre小鼠（N = 3）中，起始神经元是兴奋性的;在vGAT-Cre小鼠（N = 3）中，它们是抑制性的。最后，为了确定输入神经元的神经递质身份，我们进行了靶向vGluT2或vGAT mRNA的RNAscope原位杂交（图3C和S5），从而能够对单突触连接进行细胞类型特异性定量。 我们量化了（1）来自三个顶级来源的输入收敛（作为每个起始神经元的输入神经元数量）（图3D）和（2）vGluT2+或vGAT+输入神经元与每个起始神经元亚型的比率（图3E）。相邻 vGluT2⁺ 和 vGAT⁺ 起始神经元的局部 SC 输入具有可比性，平均分别为 9.5 ± 2.0 和 10.2 ± 2.8 个细胞，并且是最突出的输入来源（vGluT2 的 N = 3，vGAT 的起始神经元的 N = 3）。此外，兴奋性和抑制性输入与两种起始细胞类型的比率相似。所有四个局部连接基序都存在：vGluT2-to-vGluT2 （E-E）、vGluT2-to-vGAT （E-I）、vGAT-to-vGluT2 （I-E）和vGAT-to-vGAT （I-I）（图3E）。抑制性输入在抑制性（78.8 ± 4.6%）和兴奋性（69.2 ± 2.3%）启动神经元中占主导地位，兴奋性输入分别占其余 21.2 ± 4.6% 和 30.8 ± 2.3%。近三分之一的兴奋性输入专门针对兴奋性神经元，这一事实为嵌入密集混合的 SC 回路中的循环兴奋性网络提供了明确的证据。 来自对侧和同侧RGC的长距离输入与兴奋性和抑制性SCs神经元以平衡的比例形成单突触连接（图3D;对侧：2.9±0.3到vGluT2⁺和2.8±0.7到vGAT ⁺;同侧：0.7 ± 0.01 到 vGluT2⁺ 和 0.3 ± 0.02 到 vGAT⁺），表明这两种细胞类型之间并行参与。RGC输入遵循视网膜位组织，对侧RGC起源于中央视网膜，同侧RGC起源于外围区域（图3F）。为了在功能上评估这种募集，我们在RGC中表达ChR2，在体内光遗传学刺激SC，并使用cFos和GABA免疫染色来标记活性抑制性神经元（图3G和S6）。与对照组相比，光刺激导致RGC-ChR2小鼠植入物下方的cFos表达显着增加（图3G和3H），中心区近一半的激活神经元被确定为GABA能（图3I）。兴奋性（GABA−）和抑制性（GABA⁺）神经元的招募数量相当，平均GABA+ /cFos+比率为0.49 ± 0.07（N = 4;图3I）。尽管 cFos 诱导的较长时间尺度允许可能的间接激活，例如通过皮质反馈，但与基于狂犬病的输入模式的密切对应支持视网膜输入同时参与兴奋性和抑制性 SC 神经元的结论。 抑制性输入的空间范围比兴奋性输入更宽 图3J和3K说明了vGluT2⁺起始神经元以及vGluT2⁺和vGAT⁺输入神经元的空间分布，通过检测V5和RV-EGFP表达并使用艾伦参考图谱坐标系记录它们在中脑切片中的位置来绘制。图3J中基于高斯核的密度图显示了这些种群在中外侧（ML）和前后（AP）轴上的水平分布（另见S5E图）。在这种 vGluT2-Cre 动物中，兴奋性起始神经元（左图）聚集在 SC 的局限视网膜区域内，并接收来自更广泛的兴奋池（右图）和空间更广泛的抑制池（中图）的输入。输入神经元始终显示出比起始神经元更高的归一化密度，如图3K所示，实线表示兴奋性起始体的平均空间分布，虚线表示抑制性起始体的平均空间分布。值得注意的是，与兴奋性连接相比，输入到起始剂的抑制性连接（I-E 和 I-I）沿所有 ML、AP 和背腹 （DV） 轴跨越的区域更广。这些空间模式揭示了 SC 连接的稳定和对称组织，广泛的抑制网络与大部分丘空间中更局部的兴奋性网络共存。 建模预测环绕声抑制取决于强的重复激励 在电生理学（图2）和映射（图3）的支持下，将反复兴奋性连接纳入大规模网络模型中，以评估它们与抑制基序一起对丘环绕抑制的贡献。该模型由12,800个渗漏的整合放电神经元组成，兴奋性和抑制性细胞的比例为1：1，排列成中心区（314个E和314个I神经元）和一个环绕区（3,286个E和3,286个I神经元），每个神经元都从单独的80×80网格中采样，用于兴奋性和抑制性模型神经元（见S7C图).根据实验观察结果（图3），E→E、E→I、I→E和I →I的连接概率采用距离相关规则（图4A;见S6表）以及更广泛的抑制性预测来实现。虽然以测量的连接模式为基础，但该模型主要测试了弱 （0.13 mV） 与强 （0.26 mV） E-E 突触如何形成环绕抑制。详细的模型参数列在 S3-S7 表中。 为了模拟中枢激活，我们刺激了314个兴奋性神经元和314个抑制性神经元，并测量了随机选择的中心神经元中诱发的兴奋性突触电导（图4B和S7）。仅激活中心（洋红色痕迹）就产生了双相反应：第一个峰由单突触 RGC 输入驱动，然后是第二个峰，反映来自邻近神经元的反复兴奋性输入。然而，第二个峰是由E-E连接的强度形成的，并由I-E反馈抑制调节，这需要激活由中心驱动的RGC激发募集的局部抑制性神经元（图4B和4C;另见图4A，顶部）。 To assess the effect of the surround, we additionally stimulated 3,286 excitatory and 3,286 inhibitory neurons (Figs 4B and S7C). Co-activation of center and surround (cyan traces) consistently attenuated the second excitatory peak, primarily due to inhibitory feedback via I–E connections. As expected, stronger I–E coupling reduced the number of neurons crossing threshold, suppressing the secondary response through both direct inhibition and indirect suppression of recurrent excitation (Fig 4A, top). To quantify this effect, responses during surround stimulation were normalized to those evoked by center-only input. Suppression scaled with I–E strength, while E–I and I–I connections had minimal impact (Fig 4C). Notably, increasing E–E connectivity enhanced suppression—not by counteracting inhibition, but by amplifying center responses and rendering them more susceptible to surround-driven inhibition. 为了测试E-E连接数的重要性，我们将其减少到基线的40%（图4D，左），并系统地将剩余突触的强度提高到其原始值的两倍（图4D，右），使用与图4B的条件“v”相同的E-I、I-E和I-I连接权重。将 E-E 连通性降低到基线的 40% 在仅中心和中心环绕条件下的次级兴奋峰降低，消除了高达 47% 的次级反应（图 4D，左）。增加剩余E-E突触的强度（最多是原始重量的两倍）只能部分挽救这种损失，仅恢复了基线峰的69%（图4D，右）。这些结果表明，增加 E-E 突触强度并不能完全补偿连接性降低，并且强大的循环兴奋不仅与环绕抑制兼容，而且对于其表达是必要的。 讨论 单个神经元中中心区和环绕区的靶向光遗传学激活揭示了SC中存在从头环绕抑制，与仅中心刺激相比，环绕网络激活期间中心兴奋减少证明了这一点（图2）。这种抑制具有兴奋性基础，不是由于抑制的增加，而是由于兴奋的撤回——由于局部循环回路的破坏，正如建模所支持的那样，其中环绕驱动的抑制使中心神经元和邻近的兴奋性伙伴都沉默，否则会将其反应放大到单突触 RGC 输入之外。如果没有这种循环放大，抑制将需要更强的直接环绕抑制——这是我们的数据不支持的。图2J将这一过程说明为沿激发-抑制等电导曲线的偏移，我们的数据支持主要由减少激发驱动的转变（图2J中的红色虚线）。这种机制在实验和建模中得到了支持，这表明在没有强 E-E 连接的情况下抑制会失败。这些发现共同定义了一种电路逻辑，该电路逻辑与通过反复放大进行视觉抑制的皮质模型一致[26,28,36]。这种机制在 SC（一种早于新皮层的结构）中发挥作用，这表明它可能代表了一种进化上保守的上下文视觉处理策略。 与皮质回路[37]一样，SC包含密集混合的兴奋性和抑制性神经元[38]（图3A），使对其特定功能作用的分析变得复杂。通过整合来自全细胞记录（图2）、连通性映射（图3）和计算建模（图4）的数据，我们确定了两个核心局部基序——循环兴奋（E-E）和反馈抑制（I-E）——它们相互作用以形成丘状环绕抑制。E-E 连接选择性地放大视网膜定义的中心内的活动，而 I-E 电路提供募集反馈，调节中心并横向延伸以抑制周围网络。虽然我们的分析侧重于 vGluT2⁺（E 神经元）和 vGAT⁺（I 神经元）细胞，但兴奋性和抑制性输入仍有可能优先靶向特定的 SC 细胞类型，例如宽场、窄场、星状或 SC 神经元的其他亚型，每个亚型都接收不同的视网膜信号。未来的工作应该通过超越这里检查的广泛的 E 和 I 类来完善这个框架，并确定特定的 SC 细胞类型如何有助于这些连接基序。 为了探索这些局部电路基序如何促进网络级计算，我们使用从跨突触映射得出的连通比和概率对SC进行建模（见图3）。我们的方法捕获兴奋性和抑制性神经元的细胞类型特异性输入模式;然而，它可能低估了 E/I 比率并且不能传达突触强度。通过将这些实验推导的值嵌入到一个简化但信息丰富的大规模模型中，我们测试了连接密度、概率和突触权重如何塑造中心-环绕相互作用。刺激方案被设计为对 SC 中环绕抑制能力的机械测试，但它们也可能反映生理相关场景，因为若隐若现的或小的移动刺激可以在内侧区域之前激活外周 SC 区域 - 反之亦然 - 产生类似于此处建模的时间动力学。结果揭示了一个关键原理：有效的反馈抑制（I-E）需要足够密集的循环E-E连接，因为环绕抑制取决于兴奋环对中心活动的先前放大。值得注意的是，稀疏的 E-E 连通性无法通过更强的突触来补偿，这强调了近似的 E/I 比率足以捕获核心相互作用。这表明了一种等级组织，其中兴奋可以抑制而不是反对抑制。最后，逐试验变异性模型表明，虽然抑制的增加或复发性兴奋的减少都同样会影响平均输出反应抑制，但后者更有可能最大限度地减少试验之间的变异性，从而提供比抑制主导机制更高的稳定性[39][40]。 这些实验在急性中脑切片中进行——功能上与远程输入隔离——表明 SC 回路内视网膜依赖性环绕抑制的局部从头起源。这有助于阐明视网膜和皮质输入对SC功能的相对贡献，这对于理解自下而上和自上而下的信号在显著性处理[17\u201220]和视觉空间注意力[41\u20124]过程中如何相互作用至关重要。在这种情况下，SCs为上游皮质回路提供了灵活性，通过通过视网膜对应来增强或抑制中心环绕过程来调节其活性[41]。该组织可以实现来自 V1 等区域的自上而下的输入，以参与 SC 循环网络并帮助协调丘体抑制，从而进行视觉显着性检测。将此处介绍的兴奋区映射方法应用于皮质丘通路还可以确定，例如，V1锥体神经元是否通过访问E-E连接选择性地增强SCs活性，或者通过I-E通路抑制它。我们预计，此类研究将使我们更接近理解保守的皮质下回路和新皮质通路如何协调、合作或竞争，从而阐明视觉显着性背后的综合电路逻辑。 Materials and methods Ethics statement Experimental procedures were approved by the Stockholm municipal committee for animal experiments and the Karolinska Institute in Sweden (N9179-2017 and N6747-2019 to A.A.K.), as well as, the Committee on Animal Research at the Universidad Miguel Hernández and carried out in compliance with the Research Council of Spain (CSIC), the Generalitat Valenciana (GVA) and European regulations (2022/VSC/PEA/0236 to A.A.K.). Animal strains 雄性和雌性vGAT-Cre（Jackson：Slc32a1tm2（cre）Lowl）、vGluT2-Cre（Jackson：Slc17a6tm2（cre）Lowl）和野生型小鼠（C57BL/6N;Charles River）在整个实验过程中被使用。在稳定的温度（21 ± 1°C）和空气湿度（50%–65%）下，小鼠在自由提供食物和水的情况下保持12小时昼夜循环。用于每个实验的细胞 （n） 和动物 （N） 的确切数量报告在“结果”部分和相应的图例中。 病毒注射 我们使用的病毒的完整列表在 S1 表中提供。在异氟醚麻醉下对2-5个月大的野生型小鼠和转基因小鼠进行注射，并在术后注射丁丙诺啡。AAV和改良狂犬病病毒的病毒滴度在1×10之间12和 1 × 1013每毫升病毒基因组 （vg/mL）。为了在右半球 SC 表层的 RGC 轴突中表达 ChR2，我们使用以下病毒载体将 1,000 nL 注射到左侧视网膜的玻璃体中： rAAV2/hsyn-hChR2（H134R）-EYFP-WPRE-PA（UNC 载体核心）， rAAV2/hsyn-hChR2（H134R）-mCherry-WPRE-PA（UNC 载体核心）， rAAV2-EF1α-DIO-hChR2（H134R）-EYFP（UNC 载体核心），或 ssAAV-2/2-shortCAG-dlox-hChR2（H134R）_EYFP（rev）-dlox-WPRE-hGHp（A）（VVF，苏黎世）。 我们使用载体 rAAV2/hsyn-mCherry（UNC Vector Core）进行玻璃体内注射，就像对照组一样。为了纳入试验，我们首先确认ChR2在SCs中充分表达，ChR2的泛视网膜表达均匀（图2A，左）;没有考虑部分表达，以尽量减少因缺乏 ChR2 表达而可能引起的假阳性环绕分类的风险。在质量控制筛选后，只有在整个视网膜上表现出均匀的 RGC 表达、完全覆盖视盘和整个 SC 均匀荧光的动物才被纳入我们的分析中。 为了鉴定SC中的GABA能神经元，将载体rAAV5-CAG-FLEX-tdTomato（400 nL，UNC载体核心）注射到两个丘状位点，以最大限度地提高表达：（1）喙部SC（来自前纹：AP -3.6 mm;右（R）-0.8 mm;DV 距颅骨表面 -1.6 毫米），以及 （2） 尾部 SC（AP -4.2 毫米;R −1.8 毫米;DV −1.5 mm），分别在同一天。 对于狂犬病病毒示踪，将50 nL辅助病毒AAV5-EF1a-DIO-TVA-V5-t2A-RG注射到右侧SC（AP −3.9 mm;R −0.8 毫米;DV -1.05 至 -1.15 mm）在 vGAT-Cre 或 vGluT2-Cre 小鼠中，同时非常小心地保持病毒向 SC 层内的传播。三周后，将150 nL工程化狂犬病病毒EnvA包被的G缺失狂犬病病毒与EGFP（EnvA-ΔG-Rb-EGFP）注射到同一位置。辅助病毒注射量低（50 nL，1 × 1012vg/mL）允许辅助病毒在SCs边界内局部表达，从而确保对中间层（SCi）的最小溢出。这也保持了较低的感染率（vGAT+ 为 19%，vGluT2+ 为 47%;参见 S5G 图，顶部）允许对起始神经元进行稀疏标记，从而增加量化起始区内真实输入神经元 （V5−/Rb+） 的信心，起始区由包含共标记的 V5+/Rb+ 起始神经元的区域定义。起始区内外的输入表达概率相似（vGAT+分别为80%和78%，vGluT2+分别为65%和66%;见 S5G 图，底部）进一步验证了对起始区内输入神经元的准确评估。重要的是，这种相似性不仅可以作为可靠标记的对照，还可以反映一种生物学特征，该特征已纳入图4中的建模中。 对于二次注射、光纤植入和电生理记录，初次注射后允许 2-3 周。病毒悬浮液分别以 500 nL/min 和 100 nL/min 的速度输送，用于玻璃体内注射和脑注射。用 0.5% Alcaine 实现瞳孔扩张后，使用无菌 30 号 （G） 针头在角膜缘后方 2 mm 处穿刺。之后，使用汉密尔顿微升注射器手动吸出 1,000 nL 玻璃体。然后使用微升注射器（1.5 毫米体积）通过同一穿刺将玻璃毛细血管插入眼睛，并将尖端朝向玻璃体液和眼睛后部倾斜，注意避免对视网膜或晶状体造成任何损伤。毛细血管在眼睛中停留 2 分钟，以防止病毒悬浮液反流。通过玻璃毛细管使用数字立体定向框架与典型立体定向注射器（Stoelting）相结合进行脑部注射。毛细管首先比目标位置深0.2 mm，为病毒悬浮液提供空间，然后缓慢缩回目标位置完成注射。之后，毛细管再次缩回0.2mm，保持原位8分钟。在注射过程中，将所有小鼠保持在37°C的加热垫上，皮下注射丁丙诺啡，同时保持眼睛用Viscotears凝胶滋润。 急性中脑切片中的贴片电生理学 使用腹膜内注射戊巴比妥的组合对动物进行深度麻醉。为确保中脑快速冷却，我们用冰冷的切割溶液经心灌注动物，其中含有以下物质（以mM为单位）：NaCl 40，KCl 2.5，NaH2采购订单41.25、NaHCO326、葡萄糖20、蔗糖37.5、HEPES20、NMDG 46.5、Na L-抗坏血酸5、CaCl20.5 和 MgCl25（pH 7.3，含 HCl）。斩首后，大脑被迅速解剖。在切割溶液中使用振动切片机（VT1000S，徕卡，德国）制备冠状中脑切片（400μm），并在35°C下在同一溶液中孵育12分钟。选择切片方向来分析沿视网膜空间轴的中外侧轴跨视空间背腹方向的反应，而 SC 切片的背腹轴对应于 SC 的各个亚层。随后将切片保持在室温下，在含有以下物质（以mM为单位）的记录溶液中：NaCl 124，KCl 2.5，NaH2采购订单41.25、NaHCO326、葡萄糖 20、CaCl22 和 MgCl21（pH 值 7.3）。切割和记录溶液连续注入碳原（95% O2和 5% CO2）在整个过程中。 使用 pCLAMP 11（Molecular Devices，美国）在室温下对野生型小鼠 SC 中的随机神经元或 vGAT-Cre 小鼠的 tdTomato表达神经元进行全细胞膜片钳记录。在记录过程中，以 2 mL/min 的速度连续灌注中脑切片，并在配备 Dodt 梯度造影系统 （DGC-2）、油冷凝器（U-AAC，奥林巴斯，日本）和两台 Chameleon3 相机（Teledyne FLIR，美国）的直立 CleverScope 电动显微镜（Micro Control Instruments，英国）下进行可视化。使用 16× （0.80 NA） 水浸物镜（CFI75 LWD 16X W，尼康，日本）结合 2× c 接口扩展器（EX2C，Computar，美国）和 c 接口适配器（U-TV1X-2 和 U-CMAD3，奥林巴斯，日本）与 Axon MultiClamp 700B 放大器和 Axon Digidata 1320A 数字化仪（Molecular Devices，美国）在视觉控制下获得全细胞记录。信号以 20 kHz 采样。用于记录的移液器由 P-97 微量移液器拉拔器（Sutter Instrument，美国）从硼硅酸盐玻璃毛细管（商品编号 1403542，Hilgenberg，德国）中拉出。贴片移液器 （5–8 MΩ） 填充含有以下成分（以 mM 为单位）的基于葡萄糖酸钾的细胞内溶液：K d-葡萄糖酸盐 125、EGTA 1、KCl 10、HEPES 10、ATP-Mg 4、GTP-Na 0.3、磷酸肌酸 10、CaCl20.1 和 QX314 3（pH 7.2，KOH;290 mOsm）。由于记录时间长（通常为1小时），每10分钟评估一次接入电阻，以确保初始值（仅考虑低于~30 MΩ）在整个记录过程中不会增加。 通过3 mm芯液体光导（Newport，USA）用高功率准直LED光源（Mightex，加拿大）的470nm光光刺激表达RGC的ChR2轴突连接到数字镜设备（DMD）（Polygon1000，Mightex，Canada）。刺激模式通过 Master-8 脉冲刺激器（A.M.P.I，以色列）触发，并通过软件 PolyScan2（Mightex，加拿大）设计。用来自高功率准直 LED 光源（Mightex，加拿大）和 RFP 滤光片组（Olympus，日本）的 540 nm 光检测 SC 中表达 tdTomato 的 vGAT 阳性神经元。在转基因动物实验期间，540 nm LED 与 470 nm LED 连接到 495 nm 二向色滤光片立方体（Mightex，加拿大）。两个 LED 都通过四通道 BioLED 光源控制模块（Mightex，加拿大）引导。 对于膜特性测量，在电流钳位条件下，通过记录电极将一系列 1,000 ms 负和正注入电流步长从 -30 pA 到 +40 pA 以 5 pA 的增量传递到每个记录的神经元。 兴奋区映射 为了准确覆盖每个神经元的中心区域并确保显着的环绕区域，我们创建了一个足够大的视场 （FOV），可以容纳它们不同的形态。我们使用具有低放大倍率物镜（16×）的单光子宽场光学器件和内部内置的双焦点视觉检测系统实现了这一点，该系统允许对光路进行选择性放大和减倍（图2B）。缩小（0.5×）捕获了>1 mm²的大视场，包括大部分SC（S1A图右下角的洋红色框），从而能够对整个视觉层进行图案化的微光刺激。放大的替代路径（2×）提供了足够的单细胞分辨率，以视觉方式瞄准感兴趣的神经元进行全细胞记录。 我们将全细胞电生理学与基于 DMD 的双摄像头系统相结合，以绘制单个神经元的感受野。光遗传学刺激模式由 DMD（Polygon1000，Mightex，加拿大）在记录期间创建和实施。16×物镜，加上2×前管光学器件（Mightex，加拿大）和0.5×单光口镜筒镜头相机适配器（奥林巴斯，日本），可实现约1.2×1毫米的可行视场。使用这种定制的视觉检查系统，通过高放大倍率途径进行全细胞膜片钳记录，而通过低放大倍率途径执行光刺激模式。所有神经元均电压箝位至-65和0 mV，分别测量兴奋性突触后电流（EPSC）和抑制性突触后电流（IPSC），中间电位（-45 mV）应用于大多数神经元稳定时的膜电位记录。对于液结电位产生的偏移，迹线未进行校正 （NC），经实验证实为 ~10 mV。 对于对照实验，全场刺激模式由 8 个刺激的 10 Hz 序列（持续时间 5 毫秒）传递，然后以 5 秒的时间间隔进行单个测试刺激，每个迹线包括四次重复扫描。对于中心环绕实验，SC 神经元受到以下模式的影响：“网格扫描”、“中心中心”、“环绕-环绕”和“环绕中心”。中心 （C） 和环绕 （S） 区域是使用 GridScan 协议确定的，该协议在 100 个不相邻网格中传送 5 个持续时间为 5 ms 的 10 Hz 光脉冲序列，这些网格在 FOV 上以 10 × 10 空间配置排列（每个网格 0.1 × 0.07 毫米）。GridScan 结束后，我们使用自定义编写的 MATLAB （MathWorks） 对每个网格进行归一化和过滤后，立即计算出每个网格的最大 EPSC 和 IPSC 振幅。每个网格位置产生的 EPSC 振幅根据其诱发振幅进行阈值设置。为记录的神经元产生峰值EPSC振幅≥10%-20%的网格位置被认为是中心区域的一部分，而未超过此阈值的位置被认为是环绕区域的一部分。为了触发中心-环绕声相互作用，环绕声由单个脉冲进行光刺激，然后向中心传递两脉冲或五脉冲序列刺激。我们尝试了一系列不同的环绕声刺激持续时间（5、20、50 毫秒）和一系列环绕声中心延迟（0、10、20、50 毫秒）来探索参数空间。试验间间隔为 25 ± 5 秒。 电生理学中使用的药物 在测试其效果之前，将药物浸泡在浴缸中，总持续时间至少为 5 分钟，然后是至少 10 分钟的清除阶段。除非另有说明，否则在给定条件下使用两号蠕动泵（Pretech Instruments，瑞典）在膜片钳记录期间灌注药物。S2 表提供了所用药物的完整清单。 突触电导的估计 为了去包卷抑制性和兴奋性突触电导，在“中心中心”、“环绕-环绕”、“环绕中心”和“全局”光刺激期间进行记录。记录移液器中使用基于QX314的细胞内溶液，以改善本征电导隔离并阻断动作电位放电条件（图2、S1和S2）。本分析中使用的诱发突触电流是通过对每个记录的细胞进行 5 到 10 次扫描的平均值来获得的。由于记录时间长（通常为一小时），每 10 分钟评估一次访问电阻，以确保初始值（仅考虑 < ~30 MΩ）在整个记录过程中每个膜电位下不会增加。编写了定制的MATLAB脚本，以根据[33,34]中使用的方程估计总突触电导、兴奋性和抑制性突触电导。应该注意的是，突触后电流针对液结电位 （~10 mV） 进行了调整，并在估计其潜在的诱发突触电导时考虑在内。 神经元重建 为了从记录的神经元中识别树突场，我们使用了 0.3% 的神经生物素（Vector Laboratories，no.VESP-1120--50）在全细胞记录期间在细胞内溶液中。我们将中脑切片后固定，然后使用 PBS 清洗它们。为了可视化神经元，我们用链霉亲和素 Cy5（1：400，Jackson ImmunoResearch，编号 016-170-084）对它们进行染色，并使用具有 20× 物镜的共聚焦显微镜（LSM-800，蔡司，德国）对它们进行成像。使用ImageJ软件对图像进行处理，并使用插件Simple Neurite tracer重建神经元。通过在树突场的最外端追踪凸多边形来计算每个标记神经元的树突面积。然后根据SC细胞的几何形状对SC细胞类型进行分类[32]。 Fiber optic implantation and cFos activation 玻璃体内注射两周后，将直径为 200 μm 的光纤（Thorlabs，FG200UEA）植入右侧 SC（来自前裂：AP −3.6 mm;R −1.0 毫米;DV 距脑表面 -1.0 毫米）。在cFos诱导实验之前，小鼠恢复了至少一周。小鼠习惯于在空旷区域（60 cm × 60 cm × 60 cm;W × D × H） 和连接的光纤至少 3 天，然后再进行实验。为了尽量减少压力，笼子里的床上用品被放在盒子里。将小鼠放入暗盒中后90分钟内未开始光遗传学刺激，以避免对观察到的cFos表达产生任何先前的视觉影响。每 10 秒用 40 Hz 频率的 1 s 平方脉冲（10 ms ON 和 15 ms OFF）刺激 SC 中的 RGC 轴突末端，总共 40 分钟。刺激期结束后，将小鼠置于 60-70 分钟内不受干扰，以确保足够的 cFos 蛋白表达。在刺激期结束后最多允许90分钟，然后用戊巴比妥对小鼠实施安乐死，并在0.01M（1×）磷酸盐缓冲盐水（PBS）缓冲液中灌注冰冷的4%多聚甲醛（PFA）。随后解剖大脑和视网膜，并在4°C下在4%PFA中后固定过夜。 免疫荧光染色和原位杂交 用戊巴比妥麻醉小鼠，并灌注1× PBS和4% PFA。收获大脑（和眼睛，以确认全视网膜转染）并在 4°C 的 PFA 中固定过夜，然后用 PBS 洗涤 3 次。将大脑置于 15% 蔗糖溶液中 24 小时，然后转移到 30% 蔗糖溶液中 24-72 小时。随后将大脑嵌入最佳切割温度化合物中，用干冰冷冻并保持在-20°C以进行短期储存。低温恒温器切片是在 Epredia NX70 低温恒温器上进行的。丘脑和脑干之间的大脑被切片成 14 μm 的厚度，将 SC 中约 80% 的切片收集在载玻片上，每 6 个切片以 ~0.105 毫米的间隔取样以进行后续染色（每只动物总共 12-15 个切片）。将大脑的其他部分切片成 40 μm 厚，并储存在含有 0.01% 叠氮化钠的 1 × PBS 中。 荧光原位杂交采用RNAscope多重荧光试剂盒v2（ACD，Cat.编号 323100）。vGluT2 探针（Mm-Slc17A6-C2、ACD、Cat.编号 319171-C2）和 vGAT（MM-SLC32a1，ACD，Cat.No.319191）用于鉴定细胞类型。遵循了制造商的协议。在对照实验中，还进行了vGAT和vGluT2原位杂交的共染色，结果如S5图所示。具体来说，Rb-EGFP+细胞与vGluT2和vGAT探针共染色没有显示共定位，因为vGAT阴性的神经元对vGluT2呈阳性，反之亦然，几乎所有检测到的输入细胞都仅被两个探针中的一个标记（N = 2对照动物中272个中的269个;S5A 图）。 原位杂交后，立即将脑切片在室温下以1：750在鸡抗V5一抗（Abcam，ab9113）中孵育过夜，然后用1× TBST（0.3%TritonX-100）洗涤，并在驴抗鸡Cy3二抗（Jackson ImmunoResearch，编号703-165-155）中以1：1,000孵育。所有抗体均用 1× TBST（0.3% TritonX-100、3% BSA、0.01% 叠氮化钠）稀释。PBS洗涤和DAPI染色后，用抗淬灭封片介质（VWR，BSBT AR1109）封片。对于cFos染色，将大鼠或兔抗cFos一抗（Synaptic Systems，编号226−017或编号226−003,1：500）和GABA一抗（Sigma-Aldrich，A2052,1：2,000）置于室温下1× PBST（0.3%TritonX-100,5%驴血清，0.01%叠氮化钠）中过夜，然后用Cy3驴抗兔剂（Jackson ImmunoResearch，编号711-165-152）或AF647驴抗鼠剂（Jackson ImmunoResearch， 编号 712-605-153）。前面描述了相同的以下步骤。 首先将灌注动物的视网膜从眼睛中取出，然后借助四个切口压平，最后在1×PBS中洗涤3次。对于视网膜免疫染色，首先用预热（约70°C）1×抗原修复柠檬酸盐缓冲液（Sigma，C9999）处理视网膜，然后遵循与上述脑切片相同的方案。兔抗S-视蛋白一抗（Sigma，AB5407）和驴抗兔Cy3二抗均以1：1,000的比例可视化短波感光器，揭示视网膜方向。 网络模型 我们使用整合和发射模型来模拟神经元的动力学。阈值下膜电位： 其中 Cm是膜电容，gL是泄漏电导，是来自网络内神经元的总突触输入，是来自其他网络的背景输入，是对应于中心或环绕输入的输入（见 S3 表）。当膜电位达到 V 时th，引出尖峰和 Vm已重置为 EL对于 t裁判毫秒。 在网络中，所有神经元都是相同的。神经元参数在 S4 表中提供。 突触输入被建模为具有以下动力学的电导瞬变： 其中 tSPK的是尖峰时间，d同义词是突触延迟，J同义词 {syn： ee， ei， 即 ii， ex， ix） 是突触后电位的幅度，tau同义词是突触时间常数。在我们的模型中，所有特定类型（外部、兴奋性或抑制性）的突触都具有相同的参数（参见 S5 表）。在我们的模型中，我们固定了振幅 （J同义词） 的外部兴奋性 （J前任）、抑制性（J九）突触和J第二（inh. → inh.）。J 的值ee（不包括 → 不包括）， JEI的（不包括 → inh.）和 J即 （inh. → exc.） 是系统变化的。S5 表中提供了突触参数。 我们考虑了一个具有 6,400 个兴奋性神经元和 6,400 个抑制性神经元的网络。神经元被放置在 80 × 80 的网格上。因为我们两种神经元类型的种群大小相同，所以两种类型的神经元都被放置在相同大小的网格上。神经元根据其空间距离进行连接。为了避免边界效应，80 × 80 网格被折叠为环面。根据高斯函数，连接概率随距离而减小。兴奋性和抑制性突触的高斯标准差分别设置为 16 和 20。这是基于我们的实验数据，该数据表明抑制性神经元的空间连接范围比兴奋性突触略宽（图3和S5图）。16 个和 20 个网格点分别占我们网络空间的 2% 和 2.5%。高斯函数的面积（即神经元发出的连接总数）是根据我们在实验中测量的输入收敛度确定的（图3K）。网络连接参数在 S6 表中提供。 每个神经元都接收泊松型兴奋性和抑制性尖峰输入，以模拟来自网络外部的输入并获得低放电率（<1 Hz）的背景活动。参数见S7表。 为了对中心区域的短闪光输入进行建模，我们选择了 314 个兴奋性神经元和 314 个抑制性神经元，它们位于网络模型中心的圆圈（半径 = 10 个网格点）中。这些神经元从 10 个突触前神经元（来自视网膜）接收到单个同步尖峰。每个尖峰引起 1.1 mV 去极化。每个神经元在刺激开始时都收到这样的同步尖峰事件 （Tcenter）。每个单独的神经元在一次 Tcenter + r 接收同步尖峰事件，其中 r 是从均匀分布 （U[0,1]） 中抽取的随机数。中心刺激在三种条件下呈现给神经元：仅中心刺激、中心刺激在环绕刺激结束时（见下文）和环绕刺激仍在打开时的中心刺激。有关更多详细信息，请参阅 S3 表。 为了模拟环绕刺激，我们从网络中边长 60 个网格点的方形区域中选择了 3,286 个 E 神经元和 3,286 个 I 神经元。中心神经元（见上文）位于该正方形的中心。对于环绕刺激，我们排除了中心神经元。环绕刺激以不相关的泊松型尖峰序列的形式注入选定的神经元中。有关更多详细信息，请参阅 S3 表。使用模拟器NEST[45]对网络模型进行了仿真。 为了量化这些网络相互作用，我们使用了具有基于电导的突触的尖峰神经元模型，这些突触根据高斯连通核根据物理距离相互连接（参见 S3 表）。由于我们对不同连接的贡献感兴趣，因此我们保持了连接概率和与距离相关的连接核固定，并系统地改变了连接强度（有关刺激输入，请参见 S3 表;S4 神经元参数表;S5突触参数表;S6 网络连接表;和 S7 表用于外部输入参数）。与实验结果[46]一致，该网络仍处于抑制主导的活动状态，其中抑制性神经元在所有突触强度下都表现出高于兴奋性神经元的背景活性（见S7A图）。 为了研究E-E复发的影响及其强度，我们进行了两个不同的模拟实验。在基线模型中，E-E 连接概率设置为 0.135。首先，我们将E-E连接概率降低到基线值的80%、60%和40%。接下来，针对E-E连接概率为40%的情况，我们增加了E-E连接的强度。所有其他模型参数不受影响。对于这两个模拟实验，我们遵循了与图4所示结果相同的程序。 统计分析和数据绘制 对于每只小鼠，对 10-16 个切片进行染色和可视化。共聚焦图像 （20×） 用于手动评分 vGAT/vGluT2、V5 和 RV-GFP 的共表达。用荧光显微镜（徕卡DM6000B）和数码相机（滨松Orca-FLASH 4.0 C11440）采集全脑图像（10×）。它们被手动配准到前脑AP坐标（从前脑-3.2到-4.9），随后与Allen Reference Atlas与WholeBrain R包对齐[47,48]。记录每个检测到的Rb-EGFP阳性神经元，并将坐标用于后续分析。作为单突触输入和局部输入的主要来源，计算中仅包括SCs中的RV-GFP阳性细胞。为了比较小鼠之间的比较，将输入神经元的数量归一化为 SC 中检测到的 Rb-EGFP 阳性神经元总数。所有密度估计均使用高斯核完成，然后绘制在 R 中。 为了尽量减少动物之间注射部位的 M-L 差异的影响，首先使用 k 均值聚类分析计算起始神经元的质心，然后允许我们绘制每个神经元的相对 M-L 坐标。深度估计方面，首先用WholeBrain R包获取SC表面的坐标，然后减去差值后计算出每个神经元的深度。在M-L和深度密度图中，根据AP密度图，仅包括起始密度最高的三个中枢脑切片。 共聚焦成像后，通过斐济的3D对象计数器插件对cFos荧光进行量化。在光纤植入物下的大脑切片中手动计数共定位的cFos+和GABA+细胞（图2G-2I和S6）。统计分析和可视化是在Python中完成的。 我们使用了三种模型刺激方案：仅中心（中心）、在环绕刺激结束时的中心刺激（环绕后中心）和环绕刺激仍处于打开状态时的中心（中心与环绕）。每个范式重复 20 次。对于每个刺激呈现，我们记录了来自单个神经元的兴奋性电导。我们估计了输入到记录的神经元的电导的跨试验平均值和方差。最后，结果呈现为所有三种刺激范式中刺激开始后特定时间点兴奋性电导的平均值和方差。此外，我们记录了所有神经元的尖峰活动并估计了神经元的放电率。使用模拟器 NEST 模拟网络模型。所有微分方程均使用 Runga-Kutta 方法进行积分，时间步长为 0.1 毫秒。 使用 Clampfit 11（Molecular Devices，美国）、GraphPad Prism（GraphPad Software 7.00，美国）、ImageJ（1.53c，NIH，美国）、RStudio（R 3.6.1）或 MATLAB（R2018b，MathWorks，美国）进行电生理学数据分析。数据均以平均值表示± s.e.m.在进行配对t检验或单因素方差分析之前，首先使用Kolmogorov-Smirnov检验和Brown-Forsythe检验评估方差的正态性和同质性。如果柯尔莫哥洛夫-斯米尔诺夫检验的 p 值小于 0.05，则将使用 Wilcoxon 的符号秩检验代替配对 t 检验。如果Brown-Forsythe检验的p值小于0.05，则将分别使用Friedman检验和Kruskal-Wallis检验代替重复测量单因素方差分析（RM单因素方差分析）和普通单因素方差分析。使用 Geisser-Greenhouse 校正校正 p 值的偏差。一旦单因素方差分析的 p 值小于 0.05，将执行 Tukey 多重比较检验。F 和 df （df1， df2） 分别是单因素方差分析和配对 t 检验的自由度。p 值小于 0.05 被认为是显着的，数字中的星号表示如下：*p < 0.05，**p < 0.01，***P < 0.001，****p < 0.0001，ns，无显着性。 图中绘制的显示电生理记录的痕迹是液结电位的NC，实验发现为-9.8 mV（~-10 mV）。然而，在估计其潜在的诱发突触电导时，它被考虑在内。 关键点 皮质下视觉显着性：浅上丘 （SC） 可以通过局部中心-周围相互作用积极促进视觉显着性，而与皮质输入无关。 丘状环绕抑制：图案化光遗传学与全细胞记录相结合，揭示了环绕网络激活如何主动调节单个神经元的中心兴奋性，证明了局部SC电路在环绕调制中的作用。 循环丘状电路：跨突触映射和建模表明，环绕抑制取决于循环兴奋和反馈抑制，反映了具有更深层次进化起源的皮质连接结构。 支持信息 绘制SCs神经元的兴奋区和抑制区（图2的补充）。 显示 1/15： pbio.3003414.s001.eps 跳至图分享导航 抱歉，我们无法预览此文件 1 / 15 下载 无花果分享 S1 图。 绘制SCs神经元的兴奋区和抑制区（图2的补充）。 （A）（上）使用载体rAAV2-hsyn-hChR2（H134R）-EYFP的玻璃体内病毒注射（在WT小鼠中，N = 14）和载体rAAV5-FLEX-tdTomato单侧标记对侧SCs抑制神经元（在本例中使用vGAT-Cre小鼠，N = 5）显示ChR2在RGC中表达的程序。（底部）冠状中脑切片，可见表达 ChR2 的 RGC 轴突末端占据 SC。（B） 用于单细胞单突触兴奋区映射的双放大设置。这使得能够同时可视化包含 SC（A 中的洋红色矩形）的大视场 （FOV） 和单细胞分辨率 （SCR），以便使用全细胞记录和通过数字镜设备 （DMD） 的图案化光刺激来识别中心激发区。有关详细信息，请参阅材料和方法。（C、D）以兴奋性和抑制性突触后电流响应的宽场 （WF） SC 神经元（在 （C） 所示的 -65 mV 时测量的 EPSC;在 （D） 中所示的 0 mV 下测量的 IPSC，响应 20 Hz 5 ms 光脉冲序列，作为 100 × 70 μm 网格光刺激伪随机传递。下图：在全细胞记录期间，与神经生物素细胞内染色的 WF 神经元的重建形态叠加的反应图。具有较深阴影编码的热图可获得更强的振幅响应。（E） 与体细胞的距离作为该 WF SC 神经元中归一化突触后振幅的函数。红色代表兴奋性;蓝色表示抑制。垂直虚线表示以归一化值 0.2 应用的阈值。（F）WF区的中心和周围区域，通过应用于（C）所示的兴奋性PSC的阈值方法确定。与阈值相比，占据较大值的区域被视为中心区域的一部分。缩写：c.，对侧;comp，计算机;录音、录音;WT，野生型;ChR2，通道视紫红质-2;RGC，视网膜神经节细胞;VIS，初级视觉皮层;RSP，脾后皮层;SCs，上丘表层;SCi，上丘中间层;SCd，上丘深层;PAG，导水管周围灰质;LGN，外侧膝状核。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s001 （每股收益） S2 图。 中心区和环绕区之间突触调制的三个不同示例（图 2 的补充）。 （A）（上）氯化物介导的GABA能抑制（-65 mV）和谷氨酸介导的离子激发（0 mV）的单个电流轨迹保持在氯化物介导的GABA能抑制（-65 mV）的反向电位，这些电位连续围绕和中心神经元的光刺激（2个脉冲，间隔20 ms）如图2C和2D所示。在这里，与仅中心响应（洋红色）相比，可以看到环绕网络激活可以有效降低中心 EPSC 幅度（蓝色矩形中的青色迹线）。对所有持续时间（5、20 和 50 毫秒;青色阴影）的周围刺激的诱发反应也被认为可以驱动双稳态兴奋和抑制反应。（底部）在10μM加巴嗪（GBZ）浴后响应环绕光刺激的电压钳（VC）记录，从而消除GABA能抑制的影响。与图 2 相同的颜色编码方案。时间戳以第一个中心脉冲的开始为中心。（B）（上）在受到 20 Hz 光刺激（2 个脉冲）的星状神经元的电压钳中进行的突触电流记录。矩形中显示的中心 EPSC 被截断（虚线）。（底部）在电流钳位 （CC） 中记录的相同神经元揭示了在 -65 mV 和 -20 mV 去极化膜电位下记录时环绕激活对中心响应（灰色矩形）的分流效应。这归因于环绕声触发的氯化物电流（在VC中保持在0 mV时显示;顶部走线）。（C） 来自 vGAT+ SCs 神经元响应 20 Hz 光刺激（5 个中心脉冲）的电流迹线，显示出环绕抑制的迹象，而没有突触抑制的直接影响。顶部和中间迹线：在 -65 mV 和 0 mV 下进行的电流记录表明，该神经元没有受到环绕声的直接抑制，但其中心响应衰减，表明它接收的兴奋性输入较少。下图：在中间面板的蓝色矩形中发现的电流轨迹的放大视图，重点关注第一对和第二对脉冲中心刺激。环绕刺激通过将第一个中心脉冲的幅度降低 50% （*** p < 0.001;t 检验）。请注意，没有进行液结电位校正，实验测量为 ~ 10 mV。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s002 （每股收益） S3 图。 中心环绕动力学由瞬态兴奋和抑制电导定义（图2的补充）。 （A）总突触电导（GT，黑线）仅由中心触发（C1）和中环绕声（Cs）条件分解为兴奋性（Ge，红色）和抑制性（G我，蓝色）电导。电导属于图2B-2E所示的记录，由Wehr和Zador（2003）通过使用在-65 mV和0 mV下执行的电流记录来估计，这些电流记录对液结电位进行了校正。时间戳 tc， 吨e和 tT分别表示中心刺激的开始时间、达到峰值激发的时间瞬间和最大总电导。实线是仅中心条件，虚线是中心跟随环绕光刺激的情况。红色箭头表示在t时环绕网络激活引起的非零抑制电导c.（B）总突触电导G TC 之间1和 Cs条件。峰值 G 处相应的兴奋性和抑制性电导T如图 2F 和图 2G 所示。颜色编码对应于形态学或遗传学鉴定的SC神经元细胞类型（见图2F）。（C） 两种刺激条件下兴奋性和抑制性电导的全时过程，C1和 Cs.传说：C-C（配对脉冲中心光刺激）和 S-C 是指在 20 ms 不应期后环绕然后中心光刺激。（D）峰值抑制潜伏期与峰值激发潜伏期的函数。在比较中心（洋红色）和环绕（青色）条件时，观察到相对延迟 Δt 为 20 ms。这表明源自环绕区域的信号与具有该时间差的中心响应相互作用。曲线是拟合到数据点的高斯概率分布函数。该数字的基本数据可以在补充部分找到。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s003 （每股收益） S4 图。 鉴定用于电生理学分析的SCs细胞类型（图2的补充）。 （A）图2中记录和呈现的SCs神经元的各种亚型的重建形态，包括用神经生物素染色的宽视野、窄视野、星状和水平神经元。（乙、丙）根据形态（即水平型、星状型等）和基因型（即 vGAT+/- 或随机型）对细胞类型进行定量和分类。总共进行了n = 41，其中n = 24的子集保持稳定性（在全细胞记录期间的稳定通路阻力，通常持续60分钟或120分钟，在应用药物的情况下）包含在图2所示的分析中。（D）树突场与神经元相应的视网膜受体中心区之间的关系。单个中心区通常超过树突区的面积。请注意，这种相关性是针对成功获得形态学数据的记录神经元进行的。该数字的基本数据可以在补充部分找到。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s004 （每股收益） S5 图。 vGluT2 和 vGAT 细胞类型的分类及其在 SC 中的分布（图 3 的补充）。 （A）使用RNAscope原位杂交在SC中共表达vGAT和vGluT2原位杂交，以揭示输入神经元的身份。白色箭头表示 Rb-EGFP+ 细胞对 vGluT2 呈阳性且对 vGAT 呈阴性，表明这些输入神经元是兴奋性的。相比之下，蓝色箭头显示具有抑制性的 Rb-EGFP+ 细胞，因为它们对 vGAT 呈阳性，对 vGluT2 呈阴性。比例尺：25 μm。（B）与Rb-EGFP共定位的vGluT2+（红色，n = 70）和vGAT+（蓝色，n = 199）输入细胞的比例。紫色显示的不明神经元 （n = 3/272）。N = 1 只动物用于 vGAT，N = 1 用于 vGluT2，每只动物使用 3 个切片。计数神经元总数为：272。（C）RNAscope原位杂交，用于确认起始神经元的身份（见白色箭头）。上行：在表达 Rb-EGFP 的细胞中检测到 vGlut2 的共定位和在 vGluT2-Cre 小鼠中表达的 Cre 诱导型 V5 标签，证实起始神经元是兴奋性的。底行：在 vGAT-Cre 中应用相同的方法。Rb-EGFP+ 与 V5+ 共定位，但 vGluT2 阴性，表明起始神经元被推测为抑制性。比例尺：25 μm。（D）每只动物中起始神经元的分布，以不同亚层的比例表示。（E）示意图描绘了vGluT2-Cre动物中SCs层的五个独立的前后（AP）冠状部分中起始神经元和输入神经元的背腹侧和中外侧位置。（F）起始神经元和输入神经元沿前后轴（AP;左）、中外侧轴（ML;中心）或 SC 表面的深度（右）。VGluT2+ 和 VGAT+ 组分别显示在顶行和底行中。ML 密度图是在起始单元的 k 均值质心的相对坐标上计算的。虚线代表个体动物，实线表示平均值。（G）（上）辅助表达概率显示位于起始区内的所有vGAS（左，vGAT-Cre小鼠）和vGluT2（右，vGluT2-Cre小鼠）神经元中表达V5的神经元百分比。（底部）起始区内外 vGAT 和 vGluT2 神经元的输入表达概率。每个基因型的概率是根据 N = 3 计算的。该数字的基本数据可以在补充部分找到。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s005 （每股收益） S6 图。 RGC对兴奋性和抑制性SCs神经元的功能募集（图3的补充）。 （A）我们用于测量SC中RGC轴突末端局部光刺激诱导的体内cFos表达的管道。左上：如图2A所示，使用玻璃体内病毒注射载体rAAV2-hsyn-hChR2（H134R）-EYFP（在WT小鼠中，N = 5）或rAAV2-hsyn-mCherry进行对照（在WT小鼠中， N = 3）。左下：示意图说明在暗盒中进行的测定。右图：冠状（上）和水平（下）中脑部分显示的光纤放置部位的卡通。（B）由植入SC的光纤尖端下的RGC轴突末端的光刺激引起的体内cFos表达（见图3G和3H）。从左上开始：（a）合并图像，（b）cFos染色，（c）GABA免疫染色（箭头显示共定位），以及（d）表达ChR2的视网膜神经节轴突末端。ChR2 以洋红色显示;cFos 为黄色;青色的 GABA。比例尺：50 μm。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s006 （每股收益） S7 图。 尖峰网络模拟的完整栅格（图4的补充）。 （A）使用图4A中总结的E/I连接模式进行网络模型模拟。来自6,400个兴奋性和6,400个抑制性神经元的尖峰活动栅格，具有四个刺激条件，这些刺激条件用垂直编号线标记，模拟图2所示的实验条件。条件1：仅在环绕之前中心，2：仅环绕，3：环绕期间的中心，4：环绕后的中心。（B）（A）中所示的条件1（上）和4（下）的扩展网络响应。（C）在四种不同的刺激脉冲条件下，中心和环绕网络响应曲线的空间排列。正方形示意性地显示了神经元放置在方形网格上的区域。白色圆圈内的兴奋性（顶部）和抑制性神经元（底部）接收到与中心刺激相对应的输入。白色方块中但内圈外的所有神经元都接收到与环绕网络相对应的输入。每个子图显示了在 5 毫秒的 bin 内测量的活动。（D） 模型抑制性神经元的尖峰频率与兴奋性神经元的尖峰频率的函数。“环绕期间的中心”的峰值振幅比除以“仅中心”响应的反比相关（见彩色图）。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s007 （每股收益） S1 数据。 手稿中呈现的数字和分析所依据的原始数值。 每张图对应于用于特定图插图的数据集。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s008 （XLSX） S1 表。 本研究中使用的病毒。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s009 （DOCX） S2 表。 电生理学实验中使用的药物。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s010 （DOCX） S3 表。 刺激输入。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s011 （DOCX） S4 表。 神经元参数。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s012 （DOCX） S5 表。 Synapse 参数。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s013 （DOCX） S6 表。 网络连接。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s014 （DOCX） S7 表。 外部输入。 https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3003414.s015 （DOCX） 确认 我们感谢 Michael Haüsser、Tadashi Isa、Abdel El Manira 和 Julien Bouvier 博士对手稿的评论。我们感谢 Sten Grillner 博士在整个研究过程中的支持。我们感谢 Mats Hellström 博士和 Sias Jordaan 博士提供的技术援助。 引用 1.Flores-Herr N、Protti DA、Wässle H. 突触电流在哺乳动物视网膜中产生神经节细胞的抑制性环绕。神经科学杂志。2001;21(13):4852–63.PMID：11425912 查看文章考研/NCBI谷歌学术 2.Kim YJ、Peterson BB、Crook JD、Joo HR、Wu J、Puller C 等。灵长类动物视网膜方向选择性的起源。纳特公社。2022;13(1):2862.PMID：35606344 查看文章考研/NCBI谷歌学术 3.Solomon SG， Lee BB， Sun H. 猕猴大细胞通路视网膜神经节细胞的抑制性环绕和对比度增益。神经科学杂志。2006;26(34):8715–26.PMID：16928860 查看文章考研/NCBI谷歌学术 4.张 Y、金 I-J、萨内斯 JR、迈斯特 M.小鼠视网膜中数量最多的神经节细胞类型是选择性特征检测器。Proc Natl Acad Sci U S A. 2012;109（36）：E2391-8。PMID：22891316 查看文章考研/NCBI谷歌学术 5.博宁五世，曼特五世，卡兰迪尼 M.外侧膝状核中神经元的抑制场。神经科学杂志。2005;25(47):10844–56.PMID：16306397 查看文章考研/NCBI谷歌学术 6.阿德斯尼克 H、布伦斯 W、谷口 H、黄 ZJ、斯坎齐亚尼 M.视觉皮层空间求和的神经回路。自然界。2012;490(7419):226–31.PMID：23060193 查看文章考研/NCBI谷歌学术 7.胡贝尔 DH，威塞尔 TN. 猴纹皮层的感受野和功能结构。生理学杂志 1968 年;195(1):215–43.PMID：4966457 查看文章考研/NCBI谷歌学术 8.HUBEL DH， 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